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目的:通过特异性 TLR2、4 抗体检测 HepG2 细胞表面 TLR2、4表达情况,并探讨 LPS 对其表达的影响。 方法:不同浓度的 LPS 刺激 HepG2 细胞后,先以免疫细胞化学方法证实 HepG2 细胞表面有无 Toll 样受体 2、4 蛋白质表达情,以 RT-PCR 法检测 TLR2、4 mRNA 表达情况。再以相同方法检测加不同浓度的 LPS 刺激 HepG2 细胞后,其表面的 TLR 的表达是否受影响。 结果: HepG2 细胞膜上有 TLR2、4 的表达,且随着 LPS 的浓度升高其表达量增加;不管采用 LPS 刺激与否,免疫细胞化学染色均可见细胞浆有棕褐色着色,且随着 LPS 浓度增加,其着色强度增加;RT-PCR 扩增产物行琼脂糖电泳可见特异性条带,且随着 LPS 浓度的增加,其吸光度值增强。 结论:HepG2 细胞表面有 TLR2、4 的表达,其表达强度随着 LPS浓度的增加而增加,提示 TLR2、4 参与了 HepG2 对 LPS 的识别,并受 LPS 影响。第二部分 HBV 感染对 HepG2 细胞 Toll 样受体 2 和 4 表达的影响摘 要目的:通过特异性 TLR2、4 抗体检测 HepG2 和 HepG2.2.15 细胞表面 TLR2、4 表达情况,及 LPS 对其表达的影响。探讨 HBV 感染对HepG2 细胞表面 Toll 样受体表达的影响及 LPS 加重 HBV 感染致肝细胞损伤是否存在着直接作用,进一步探讨乙型肝炎发病及重型化的发生机制。方法:以不同浓度的 LPS 刺激 HepG2 细胞、HepG2.2.15 细胞(转染 HBV 全基因组的 HepG2 细胞),并以免疫细胞化学方法检测 HepG2细胞及 HepG2.2.15 细胞表面 Toll 样受体 2、4 蛋白质表达情况,以 RT-PCR法检测TLR24、 mRNA表达情况,用Abbot试剂检测HepG2.2.15细胞 HBsAg 和 HBeAg 表达情况,用流式细胞仪检测观察细胞生长周期及细胞凋亡情况。结果: HepG2、HepG2.2.15 细胞膜上均有 TLR2、4 蛋白质表达,免疫细胞化学染色在未加 LPS 及各浓度 LPS 刺激细胞均可见细胞膜有棕褐色着色,且随着 LPS 浓度增加,其着色强度增加;对 0mg/L 及10mg/L LPS 诱导 HepG2、HepG2.2.15 细胞 RNA 进行 RT-PCR 扩增,其产物行 10mg/L 琼脂糖凝胶电泳均可见特异性条带,且 10mg/L LPS诱导细胞产物吸光度值明显高于 0mg/L LPS 诱导细胞扩增产物;流式细胞仪检测细胞周期发现 HepG2 细胞及未经 LPS 诱导的 HepG2.2.15未发生凋亡,各浓度 LPS 诱导的 HepG2.2.15 细胞均有细胞凋亡发生,且细胞凋亡率随着 LPS 浓度增加上升。 重庆医科大学硕士研究生学位论文 5第三部分HBV X 基因及其表达对 HepG2 细胞 Toll 样受体 2 和 4 表达的影响摘 要目的:通过特异性 TLR2、4 抗体检测转染 HBV X 基因的 HepG2细胞(PECP4-X- HepG2)细胞表面 TLR2、4 表达情况,及 LPS 对其表达的影响,并与 HepG2 和 HepG2.2.15 细胞表达情况进行比较。探讨HBV X 基因及其表达对 HepG2 细胞表面 Toll 样受体表达的影响,及HBV X 基因是否参与了致肝细胞损伤。方法:以不同浓度的 LPS 刺激 HepG2 细胞、HepG2.2.15 细胞(转染 HBV 全基因组的 HepG2 细胞)及 PECP4-X- HepG2 细胞(转染了HBV X 基因的 HepG2 细胞),以免疫细胞化学方法检测各细胞表面 Toll样受体 2、4 蛋白质表达情况;以 RT-PCR 法检测 10mg/L LPS 诱导HepG2 细胞、HepG2.2.15 细胞及 PECP4-X- HepG2 细胞 TLR2、4 mRNA表达情况,并进行表达强度比较;用流式细胞仪检测细胞生长周期及细胞凋亡情况。结果:PECP4-X- HepG2 细胞膜上有 TLR2、4 表达,免疫细胞化学染色在未加 LPS 及各浓度 LPS 刺激细胞均可见细胞膜有棕褐色着色,且随着 LPS 浓度增加,其着色强度增加;对 10mg/L LPS 诱导 HepG2细胞、HepG2.2.15 细胞及 PECP4-X- HepG2 细胞 RNA 进行 RT-PCR 扩增,其产物琼脂糖凝胶电泳条带吸光度比较发现,HepG2.2.15 细胞及PECP4-X- HepG2 细胞 TLR24、 表达量明显高于 HepG2 细胞 ,P<0.01;但 HepG2.2.15 细胞和 PECP4-X- HepG2 细胞表达量之间,差异无显著